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Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
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Composición química y acvidad anfúngica del látex de
Argemone mexicana (Cardo Santo)
Chemical composion and anfungal acvity of latex from
Argemone mexicana (Cardo Santo)
Resumen
Ecuador cuenta con una amplia diversidad de especies vegetales que han sido usadas como medicina tradicional, entre
ellas la especie Argemone mexicana (Cardo Santo), la cual se encuentra distribuida en varias zonas de la sierra central, el
látex es usado en forma tópica, de manera directa y en emplastos, debido a que presenta propiedades anfúngicas. El
presente trabajo de invesgación se enfoca en la caracterización e idencación de las especies químicas presentes en
el látex de dicha especie, para lo cual se obtuvieron dos extractos (acuoso y etanólico). Se realizaron cortes en la planta
y mediante jeringuillas esterilizadas, se extrajo el látex para su posterior caracterización por medio de un tamizaje to-
químico (análisis químico referencial) y la técnica de CG-EM (cromatograa de gases acoplado a espectrometría de ma-
sas). Paralelamente, se realizaron pruebas de bioacvidad, mediante la técnica de Kirby Bauer, con las cepas de hongos
Botrys cinerea y Cladoosporium spp, y con dos medios de culvo (agar PDA y Saoubourad), donde se logró comprobar
la acvidad anfúngica del extracto acuoso del látex a concentraciones de 10 µl y 20 µl del extracto, mediante la observa-
ción evidente de la formación de halos de inhibición bien denidos. Ulizando los metabolitos secundarios idencados
por cromatograa de gases-detector de masas se realizó una comparación de sus estructuras químicas y bioacvidad
con trabajos similares reportados en la literatura, lo que permió atribuirle la acvidad anfúngica a los compuestos
idencados, pudiendo ser responsables de la acvidad biológica observada.
Palabras Clave: acvidad biológica; Argemone mexicana (Cardo Santo); cromatograa de gases-espectroscopía de
masas; Kirby Bauer; tamizaje toquímico.
Abstract
Ecuador has a wide diversity of plant species that have been used as tradional medicine, including the Argemone mexi-
cana specie (Cardo Santo), which is distributed in various areas of the central highlands, latex is used topically, directly
and in plasters, because it has anfungal properes. The present research work focuses on the characterizaon and
idencaon of the chemical species present in the latex of said species, for which two extracts (aqueous and ethano-
lic) were obtained. Cuts were made in the plant and the latex was extracted using sterilized syringes for its subsequent
characterizaon by means of a phytochemical screening (referenal chemical analysis) and GC-MS technique (gas chro-
matography coupled to mass spectrometry). At the same me, bioacvity tests were carried out, using the Kirby Bauer
technique, in the strains of fungi Botrys cinerea and Cladoosporium spp, and with two culture media (PDA and Saubou-
rad agar), where it was possible to verify the anfungal acvity of the aqueous extract of the latex at concentraons of
10 µl and 20 µl of the extract, through the evident observaon of the formaon of well-dened inhibion halos. Using
the secondary metabolites idened by gas chromatography-mass detector, a comparison of their chemical structures
and bioacvity with similar works reported in the literature was made, which allowed aribung the anfungal acvity
to the idened compounds that could be responsible for the observed biological acvity.
Keywords: biological acvity; Argemone mexicana (Cardo Santo); gas chromatography-mass spectroscopy; Kirby
Bauer; phytochemical screening.
Carlos Sanago Curay Yaulema
1
; Wilson Edwin Moncayo Molina
2
;
Wilmer Patricio Tierra Vilema
3
; Lesslie Jokassta Pulgar Astudillo
4
; Haydelba T. D Armas R
5
(Recibido: octubre 06, 2022; Aceptado: marzo 16, 2023)
hps://doi.org/10.29076/issn.2602-8360vol7iss12.2023pp19-36p
1 Analista de Laboratorio Químico. Gerente de Laboratorio Químicos y reacvos de aseo y limpieza (QUIRAL). Ecuador. Email: carlosscurayy@gmail.com. ORCID: hps://
orcid.org/0009-0005-0946-5298
2 Universidad Nacional de Chimborazo, Facultad de Ciencias de la Salud. Carrera de Laboratorio Clínico. Email: wmoncayo@unach.edu.ec. ORCID: hps://orcid.org/0000-
0003-2584-1861
3 Analista de Laboratorio Clínico e Histopatológico. Gerente de Laboratorio SIMOFAYT CIA.LTDA. Ecuador. Email: wilpatrik_22@hotmail.com. ORCID: hps://orcid.org/0009-
0008-6351-0565
4 Escuela Superior Politécnica de Chimborazo, Ecuador. Email: lessliejokassta@gmail.com. ORCID: hps://orcid.org/0000-0002-2944-484X
5 Universidad de Oriente, Escuela de Ciencias, Departamento de Química. Venezuela. Email: hdarmasr@gmail.com. ORCID hp://orcid.org/0000-0001-9301-3801
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INTRODUCCIÓN
Ecuador tiene una superficie de 280.000
km2 y alberga una gran diversidad vegetal,
18 198 especies de plantas vasculares
aproximadamente, esto es debido a los
diferentes pisos climáticos con los que el
país cuenta, es por ello que las plantas
han sido utilizadas desde la antigüedad
como un recurso al alcance del ser humano
para la alimentación y como alternativa
de tratamiento de varias enfermedades en
humanos, animales y plantas.
Las plantas medicinales tienen varios usos en
el país, que van enfocados desde alimento,
medicina alternativa y/o aplicaciones
fitopatológicas, esto en la actualidad ha ido
en aumento, a pesar de ello, pocas especies
de vegetales han sido estudiadas mediante
parámetros científicos y teniendo en cuenta
normas éticas definidas que sustenten estas
aplicaciones.
En los últimos años, se ha observado una
tendencia creciente en la investigación
sobre los especies vegetales que presenten
propiedades antifúngicas, pese a ello,
el desconocimiento en la aplicación de
alternativas antifúngicas conlleva, en
la mayoría de los casos, a aplicaciones
inadecuadas de productos antifúngicos, que
pueden disminuir la producción y encarecer
productos en el caso de que hongos ataquen
a especies agrícolas y/o a una inadecuada
prescripción médica en caso de que los
hongos afecten al ser humano.
Unos de los microorganismos que más
incidencia tienen en afecciones a humanos,
animales y plantas son los hongos, esto
se traduce en costosos métodos de
control; por lo tanto, las alternativas de
productos antifúngicos deben ser evaluadas
correctamente, con el fin de establecer
parámetros y entornos reales de una
afección y de esta manera optimizar su
aplicación. Las pruebas de actividad biológica
antifúngica permiten establecer condiciones
de aplicación y de esta manera dinamizar
la interacción entre especies propias de la
región.
El presente trabajo presenta un estudio de
la composición química presente en el látex
de la planta Argemone mexicana (Cardo
Santo) y su posible actividad antifúngica, lo
que conduce a sugerir el uso de esta especie
como una alternativa para tratamientos
antifúngicos.
Por medio de la identificación de los
compuestos químicos presentes en el látex
de la planta, se definen cuáles son los
metabolitos secundarios responsables de la
bioactividad observada. Mediante la prueba
del antibiograma basada en el método Kirby
Bauer se determina la actividad antifúngica
del extracto del látex de Argemone mexicana
frente a dos cepas de hongos: Botrytis cinerea
y Cladosporium spp.
MÉTODOS
El trabajo experimental se desarrolló en
los laboratorios de la Facultad de Ciencias
de la Escuela Superior Politécnica de
Chimborazo y en el Centro de Investigaciones
Biotecnológicas de Ecuador de la Escuela
Superior Politécnica del Litoral.
Identificación de la planta. La recolección de
muestras de la especie vegetal se realizó en
la ciudad de Riobamba y la identificación de
la planta la realizó el PhD en Biología William
Patricio Ponce Yaulema.
Preparación del material Vegetal. Una vez
localizada e identificada la planta, se procedió
a limpiar la zona en donde se realizaron
los cortes para la extracción del látex, esta
extracción debió ser inmediata, debido a que
el látex una vez que entra en contacto con el
medio ambiente se torna de un color negro,
por lo que se asume que tiene procesos
de pardeamiento o reacciones de óxido/
reducción.
Extracción del látex y obtención de los
extractos
Materiales: Bisturí estéril N° 3, Jeringuilla de
3mL y 5mL, Frascos ámbar 200 mL.
Metodología: Con un bisturí estéril, se
procedió a realizar cortes en tallo y partes
externas de la planta (hojas y flores),
por medio de una jeringuilla se realizó
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la extracción del látex, sumergiendo el
contenido en agua destilada y en etanol de
96° separadamente, se recogió el material
vegetal para posteriormente pesar y tener
una relación de la cantidad de planta utilizada
para la extracción del látex, obteniéndose
así los extractos acuoso y alcohólico para su
posterior análisis.
Determinaciones físico-químicas
pH. Se utilizó un pH-metro marca HANNA
INSTRUMENTS modelo pH/ORP/ISE·CE y la
determinación se realizó de manera directa,
según las especificaciones del manual del
equipo.
Índice de refracción. La determinación del
índice de refracción se realizó a temperatura
ambiente de 18±2°C en un refractómetro
KYOTO ELECTRONICS, el equipo se calibró con
agua destilada siendo su índice de refracción
en 1,3330.
Densidad. La densidad del extracto de
látex se verificó determinando el peso del
picnómetro seco en estufa hasta obtener
peso constante, posteriormente es colocado
10 mL de cada extracto obtenido evitando
la formación de burbujas en el interior, se
procede a pesar y mediante cálculo con la
aplicación de la siguiente ecuación se realiza
la determinación:
En donde:
Mext = masa del picnómetro más el extracto
Mv = masa del picnómetro vacío
V = volumen del extracto
Determinación en Espectrofotómetro
Infrarrojo FT-IR
Esta determinación se realiza por medio de
un equipo Marca JASCO modelo FT/IR-4100
de la siguiente manera:
1. Conectar el equipo y el ordenador a un
tomacorriente de 110V.
2. Proporcionar energía al equipo
presionando el switch POWER ubicado en
la parte posterior derecha.
3. Encender el equipo presionando el
switch POWER ubicado en la parte
superior derecha del equipo y esperar
cinco minutos hasta que los parámetros
de análisis estén listos.
4. Para iniciar el barrido encender el
ordenador e ir a: Inicio/Todos los
programas/ JASCO/ SpectraManager.
5. Iniciar el programa SpectraManager y
seleccionar Quick-Start.
6. Limpiar con algodón y alcohol el área
de muestra (Cristal de seleniuro de zinc,
soporte y capuchón de tornillo) ubicada
en la parte interior central del equipo.
7. Realizar el background al verificar la
ausencia de sustancia en el área de
muestra, cerrar la tapa del equipo y
presionar el botón "START" ubicado en la
parte frontal.
8. Realizar el barrido espectral colocando la
muestra líquida (2 gotas) o sólida (polvo)
sobre el cristal del área de muestra,
quitar el seguro ubicado en la parte
posterior, jalar hacia adelante el tornillo
de ajuste, ajustarlo hasta que muestre
fricción, cerrar la tapa y pulsar "START».
9. Procesar el espectro utilizando el
programa Spectra Analysis, corregir las
escalas seleccionando el icono corregir
la línea base seleccionando (ubicar la
línea azul cercana a los puntos altos de
los picos y seleccionar OK) y eliminar el
CO2 seleccionando el icono (intervalos
automáticos, presionar OK)
10. Identificar los picos más relevantes
seleccionando el icono. Etiquetar los
picos automáticamente asignando
límites de lectura y presionar Apply o
manualmente moviendo la línea vertical
azul y dar click en Add. Eliminar los picos
menos relevantes, seleccionando el
número de onda de la parte izquierda y
la opción Delete y seleccionar OK.
11. Generar las líneas auxiliares
seleccionando habilitar todas y pulsar
OK.
12. Guardar el archivo seleccionando: File
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Tabla 1. Pruebas químicas realizadas al extracto
etanólico del látex de A. mexicana.
Ensayo Metabolito secundario
Ensayo de Catequinas Catequinas
Ensayo de Sudan Compuestos grasos
Ensayo de Resinas Resinas
Ensayo de Fehling Azúcares reductores
Ensayo de Baljet Lactonas
Ensayo de Libermann-Buchard Triterpenos-Esteroides
Ensayo de Cl3Fe Fenoles y Taninos
Ensayo de Espuma Saponinas
Ensayo de Ninhidrina Aminoácidos
Ensayo de Bontrager Quinonas
Ensayo de Shinoda Flavonoides
Ensayo de Antocianidina Antocianinos
Ensayo de Dragendor Alcaloides
Ensayo de Mayer Alcaloides
Ensayo de Wagner Alcaloides
/ Save As. Y guardar el espectro como
una imagen, seleccionando Edit/ Copy
as/ Bitmap y pegar en un procesador de
texto.
13. Desajustar el tortillo de ajuste y repetir
el paso 6.
14. Repetir los pasos 8, 9, 10, 11, 12 y 13 con
todas las muestras.
Cromatografía de gases acoplado a
espectrometría de masas (CG-EM)
La determinación se realizó en el Labotarorio
de la CIBE, ESPOL, en un equipo Angilent
Modelo 7890A GC System -5975C inert MSD
With Triple Axis-Detector, con dimensiones
HP –1 (19091Z-115) (50 m length x 0,320
mm Diam x 0,52 μm Film), el gas utilizado fue
Helio. Los compuestos fueron identificados
por comparación de los espectros existentes
en la Biblioteca Digital de Espectros de Masas
Wiley 9th Edition con 790 mil espectros +
Biblioteca NIST 2011 con 243 mil espectros
con nombres y estructuras químicas.
Condiciones de trabajo.
• Cromatografía de Gases acoplada a
Espectrometría de Masas
• Marca: Agilent Technologies
• Columna: DB-5MS (30 m longitud ×
0.25 mm Diámetro interno) y 0.25
micrómetros de espesor de película.
• Gas de arrastre: Helio (He), Flujo: 1.2 ml/
min
• Temperatura de inyección: 250°C
• Modo de inyección: Splitless
• Temperatura inicial del horno: 70°C por
2 minutos
• Gradiente del horno: 5°C/min
• Temperatura final del horno: 300 °C por
6 minutos
• Temperatura de transferencia: 300°C
• Temperatura de la fuente de iones: 230°C
• Temperatura del cuadrupolo: 150°C
• Voltaje de electroionización: 70 eV
• Rango de screening: 50-550 u.m.a.
Derivatización
• Agente derivatizante: N,
O-Bis(trimethylsilyl)trifluoroacetamide
(BSTFA), Sigma-aldrich.
• Reacción de derivatización: 100 uL del
agente derivatizante se agregaron en 1
mg de muestra seca y se colocaron en
baño de agua a 80°C por 2 horas.
Tamizaje Fitoquímico
Para la evaluación de la presencia de los
tipos de familias de compuestos químicos o
metabolitos secundarios, se realizaron varias
pruebas químicas cualitativas a los extractos
elaborados del látex de la especie vegetal A.
mexicana.
Materiales
• Gradilla.
• Tubos de ensayo.
• Pipetas 10 ml
• Pipetas 1 ml.
• Papel filtro.
• Reverbero.
• Extracto acuoso del látex A. mexicana.
• Extracto etanólico del látex A. mexicana.
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Tabla 2. Pruebas químicas realizadas al extracto
acuoso del látex de A. mexicana.
Ensayo Metabolito secundario
Ensayo de Fehling Azucares reductores
Ensayo de Sudan Compuestos grasos
Ensayo de Cl3Fe Fenoles y Taninos
Ensayo de Espuma Saponinas
Ensayo de Shinoda Flavonoides
Ensayo de Dragendor Alcaloides
Ensayo de Mayer Alcaloides
Ensayo de Wagner Alcaloides
Ensayo de Mucílagos Mucílagos
Ensayo de Principios Principios amargos
Ensayo de Shinoda Flavonoides
Descripción de las pruebas químicas
Ensayo de Sudan. Permite reconocer en un
extracto la presencia de compuestos grasos,
para ello, a la alícuota de la fracción en el
solvente de extracción, se le añadió 1 mL de
una solución diluida en agua del colorante
Sudan III o Sudan IV. Se calienta en baño de
agua hasta evaporación del solvente (1).
La presencia de compuestos grasos se
considera positiva si aparecen gotas o una
película coloreada de rojo en el seno del
líquido o en las paredes del tubo de ensayo
respectivamente (1).
Ensayo de Dragendorff. Permite reconocer en
un extracto la presencia de alcaloides, para
ello, si la alícuota del extracto está disuelta en
un solvente orgánico, este debe evaporarse
en baño de agua y el residuo redisolverse en
1 mL de ácido clorhídrico al 1 % en agua. Si el
extracto es acuoso, a la alícuota se le añade
1 gota de ácido clorhídrico concentrado
(calentar suavemente y dejar enfriar hasta
acidez). Con la solución acuosa ácida se
realiza el ensayo, añadiendo 3 gotas del
reactivo de Dragendorff, si hay opalescencia
se considera (+), turbidez definida (++),
precipitado (+++) (1).
Ensayo de Mayer. Se procedió de la forma
descrita anteriormente, hasta obtener la
solución ácida. Se añadió una pizca de cloruro
de sodio en polvo, agitar y filtrar. Añadir 2 ó 3
gotas de la solución reactiva de Mayer, si se
observa opalescencia (+), Turbidez definida
(++), precipitado coposo (+++) (1).
Ensayo de Wagner. Se parte al igual que
en los casos anteriores de la solución
ácida, añadiendo 2 ó 3 gotas del reactivo,
clasificando los resultados de la misma forma
(1).
Ensayo de Baljet. Permite reconocer en
un extracto la presencia de compuestos
con agrupamiento lactónico, en particular
Cumarinas, aunque otros compuestos
lactónicos pueden dar positivo al ensayo (1).
Para ello, si la alícuota del extracto no se
encuentra en alcohol, debe evaporarse el
solvente en baño de agua y redisolverse
en la menor cantidad de alcohol (1 mL).
En estas condiciones se adiciona 1mL del
reactivo; considerándose un ensayo positivo,
la aparición de coloración o precipitado rojo
(++ y +++) respectivamente (1).
Ensayo de Borntrager. Permite reconocer en
un extracto la presencia de quinonas. Para
ello, si la alícuota del extracto no se encuentra
en cloroformo, debe evaporarse el solvente
en baño de agua y el residuo re disolverse en
1 mL de cloroformo. Añadir 1 mL de hidróxido
de sodio, hidróxido de potasio o amonio al 5
% en agua. Agitar mezclando las fases y se
deja en reposo hasta su ulterior separación.
Si la fase acuosa alcalina (superior) se colorea
de rosado o rojo, el ensayo se considera
positivo. Coloración rosada (++), coloración
roja (+++) (1).
Ensayo de Liebermann-Burchard. Permite
reconocer en un extracto la presencia de
triterpenos y/o esteroides, por ambos
tipos de productos poseer un núcleo del
androstano, generalmente insaturado en el
anillo B y la posición 5-6 (1).
Para tal fin, si la alícuota del extracto no se
encuentra en cloroformo, debe evaporarse
el solvente en baño de agua y el residuo
re-disolverse en 1 mL de cloroformo. Se
adiciona 1 mL de anhídrido acético y se
mezcla bien. Por la pared del tubo de ensayos
se dejan resbalar 2-3 gotas de ácido sulfúrico
concentrado sin agitar. Un ensayo positivo se
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tiene por un cambio rápido de coloración:
• Rosado-azul muy rápido.
• Verde intenso-visible, aunque rápido.
• Verde oscuro-negro-final de la reacción
(1).
Ensayo de catequinas. Para realizarlo, se
tomó de la solución alcohólica obtenida una
gota, con la ayuda de un capilar y aplicar
la solución sobre papel de filtro. Sobre la
mancha se aplicó una solución de carbonato
de sodio. La aparición de una mancha verde
carmelita a la luz UV, indica un ensayo
positivo (1).
Ensayo de resinas. Para detectar este tipo
de compuesto, adicionar 2 mL de la solución
alcohólica, 10 mL de agua destilada. La
aparición de un precipitado, indica un ensayo
positivo (1).
Ensayo de Fehling. Permite reconocer en un
extracto la presencia de azúcares reductores.
Si la alícuota del extracto no se encuentra en
agua, debe evaporarse el solvente en baño
de agua y el residuo re disolverse en 1-2 mL
de agua. Se adiciona 2 mL del reactivo y se
calientan en baño de agua 5-10 minutos la
mezcla. El ensayo se considera positivo si
la solución se colorea de rojo o aparece
precipitado rojo (1).
Ensayo de la espuma. Permite reconocer
en un extracto la presencia de saponinas,
tanto del tipo esteroidal como triterpénica.
De modo que, si la alícuota se encuentra en
alcohol, se diluye con 5 veces su volumen
en agua y se agita la mezcla fuertemente
durante 5-10 minutos.
El ensayo se considera positivo si aparece
espuma en la superficie del líquido de más
de 2 mm de altura y persistente por más de
2 minutos (1).
Ensayo del cloruro férrico. Permite reconocer
la presencia de compuestos fenólicos y/o
taninos en un extracto vegetal. Si el extracto
de la planta se realiza con alcohol, el ensayo
determina tanto fenoles como taninos.
A una alícuota del extracto alcohólico se
le adicionan 3 gotas de una solución de
tricloruro férrico al 5 % en solución salina
fisiológica (cloruro de sodio al 0.9% en agua).
Si el extracto es acuoso, el ensayo determina
fundamentalmente taninos. A una alícuota
del extracto se le añade acetato de sodio
para neutralizar y tres gotas de una solución
de tricloruro férrico al 5 % en solución salina
fisiológica, un ensayo positivo puede dar la
siguiente información general:
• Desarrollo de una coloración rojo-vino,
compuestos fenólicos en general.
• Desarrollo de una coloración verde
intensa, taninos del tipopirocatecólicos.
• Desarrollo de una coloración azul,
taninos del tipopirogalotánicos (1).
Ensayo de Shinoda. Permite reconocer la
presencia de flavonoides en un extracto
de un vegetal. Si la alícuota del extracto se
encuentra en alcohol, se diluye con 1 mL de
ácido clorhídrico concentrado y un pedacito
de cinta de magnesio metálico. Después de la
reacción se espera 5 minutos, se añade 1 mL
de alcohol amílico, se mezclan las fases y se
deja reposar hasta que se separen (1).
Si la alícuota del extracto se encuentra en
agua, se procede de igual forma, a partir de
la adición del ácido clorhídrico concentrado.
El ensayo se considera positivo, cuando
el alcohol amílico se colorea de amarillo,
naranja, carmelita o rojo; intensos en todos
los casos (1).
Ensayo de antocianidinas. Permite reconocer
en los extractos vegetales la presencia de
estas estructuras de secuencia C6-C3-C6
del grupo de los flavonoides. Se calentaron
2 mL del extracto etanólico por 10 min con
1 mL de HCl concentrado. Se dejó enfriar y
se adicionó 1 mL de agua y 2 mL de alcohol
amílico. Se agitó y se deja separar las dos
fases. La aparición de color rojo a marrón
en la fase amílica, es indicativa de un ensayo
positivo (1).
Ensayo de mucílagos. Permite reconocer en
los extractos de vegetales la presencia de
esta estructura tipo polisacárido, que forma
un coloide hidrófilo de alto índice de masa
que aumenta la densidad del agua donde se
extrae. Para esta determinación se tomó una
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alícuota del extracto en agua se enfría a 0-5
ºC y si la solución se torna de una consistencia
gelatinosa el ensayo es positivo (1).
Ensayo de principios amargos y astringentes.
El ensayo se realiza saboreando 1 gota del
extracto acuoso o del vegetal y reconociendo
el sabor de cada uno de estos principios, bien
diferenciados al paladar (1).
Actividad Biológica
En el presente trabajo se utilizaron dos
cepas diferentes de hongos: Botrytis cinerea
y Cladosporium spp. Se trabajó con dos
medios de cultivo Agar PDA (potato dextrose
agar marca comercial MERCK) y Sabouraud
(marca comercial BECTON). Las cepas fueron
previamente aisladas y colocadas en agar
Sabouraud los cuales servirán como fuente
directa para el sembrado de las cajas de
control (sin ningún tipo de prueba biológica)
y las cajas de prueba de actividad biológica.
Preparación del agar.
Se lavó correctamente todos los materiales de
vidrio y se prepararon los medios de cultivo
a utilizar, se utilizó 5 cajas Petri con agar PDA
y otras 5 con agar Sabouraud. La información
para la preparación del medio de cultivo
se encuentra en la etiqueta de los frascos
contenedores. Una vez que estén listos los
medios de cultivo y el material a utilizar para
la siembra se procedió a esterilizar mediante
una autoclave TUTTNAUER 2340, durante 20
min a un temperatura de 120 °C, 30 min y
una presión de 15 psi.
Método de siembra.
Una vez esterilizado el material y los medios
de cultivo, en una cámara de flujo laminar,
se colocaron de 20 a 25 ml de agar PDA y
agar Sabouraud en las cajas Petri, se deja
reposar hasta que el medio de cultivo se
solidifique con la caja superior abierta para
evitar condensación de vapor. En la caja que
contiene la primera especie de hongo Botrytis
cinerea por medio de un hisopo que contiene
el hongo, se realizó un estriado, posterior
se procedió de forma uniforme en las cajas
petri que contienen el Agar PDA y Sabouraud
cubriendo homogéneamente toda la caja.
Este método se aplicó para ambas cepas de
hongos.
Método Kirby – Bauer.
Una vez realizada la inoculación de cada cepa
de hongo, en el medio de cultivo se procede
a colocar 3 discos de papel filtro cualitativo
Whatman®, en los cuales se colocaron 10 µL
y 20 µL del extracto de concentración 0,039
g/mL; estos discos se deben colocar con
cuidado, procurando que la superficie del
disco se encuentre asentado completamente
en el medio de cultivo.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Extracción del látex
Para la obtención del extracto acuoso del látex
se utilizó material vegetal fresco, se empleó
doce partes del tallo y hojas con una masa
de 22,8771 g y se extrajo un total de 1,197 g
de látex; con este valor se procedió a dar un
estimado de porcentaje de rendimiento para
la obtención del extracto acuoso. La cantidad
de látex contenida en la especie vegetal es
limitada, una vez realizado un corte en una
parte de la planta, como no segrega el látex
permanentemente, se realizó un nuevo corte
a otra sección de la planta para la obtención
de látex.
Tabla 3. Masa de material vegetal fresco usado para la
extracción del látex-extracto acuoso.
N° de muestra Material vegetal
fresco (g)
Candad de látex
extraído para el
extracto acuoso (g)
11,3568 0,071
23,3655 0,176
3 1,6647 0,087
40,9507 0,050
51,7550 0,092
6 4,9788 0,261
70,5492 0,029
8 1,4630 0,077
91,0107 0,053
10 3,8176 0,200
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11 0,9623 0,050
12 1,0028 0,052
22,8771 1,197 g
Masa total del material
vegetal fresco (g) 24,0741
Para obtener la masa total del material fresco
utilizado para la obtención del extracto
acuoso, se sumó la masa del material fresco
más la masa del látex extraído, esto dio un
total de 24,0741g. Para tener un estimado de
rendimiento se realizó una relación entre el
material fresco utilizado y el látex obtenido,
utilizando la siguiente relación (2):
Para obtener el extracto etanólico se utilizó
22,7441 g de doce partes aéreas de la planta
(tallo y hojas), de donde se obtuvieron 1,084
g de látex; la masa total del material fresco
extraído resulta de la suma del material
fresco más la masa del látex extraído. Con
estos valores se obtuvo un rendimiento de
extracción de látex para la obtención del
extracto etanólico.
Para poder obtener un porcentaje de
rendimiento se aplicó la relación entre la
masa material fresco y la masa del material
vegetal, luego de extraer el látex y utilizar la
siguiente relación (2)
En donde %R hace referencia al porcentaje
de rendimiento, Wi es la masa inicial del
material vegetal fresco y Wf es la masa del
material fresco extraído el látex.
Una vez aplicada esta relación se obtiene un
rendimiento de 4,76%, este rendimiento es
referencial, debido a que no se tiene la masa
de la especie vegetal plantada.
Concentración de los Extractos
De acuerdo a la cantidad de látex extraído
se puede estimar la concentración de los
extractos que se detalla a continuación:
La concentración estimada de los extractos
se obtiene de la relación entre la masa
de látex extraído frente a la masa del
solvente utilizado; se procuró mantener
valores similares de concentración para las
diferentes determinaciones que se realizaron
en el estudio.
Pruebas Físico – Químicas y organolépticas
Como primer análisis se tiene la determinación
En donde %R hace referencia al porcentaje
de rendimiento, Wi es la masa inicial del
material vegetal fresco y Wf es la masa del
material fresco extraído el látex.
El porcentaje de rendimiento de la extracción
del látex de la especie vegetal es de 4,97
%, cabe recalcar que el rendimiento es
referencial, debido a que el látex extraído
es resultado de las partes de la planta que
fueron separadas y de la parte que se
encuentra plantada.
Tabla 4. Masa de material vegetal fresco usado para la
extracción del látex-extracto etanólico
Tabla 5. Látex vs solvente utilizado
N° de muestra Material vegetal
fresco (g)
Candad de látex
extraído para el
extracto etanólico (g)
11,5871 0,080
22,3568 0,119
3 0,9854 0,050
43,1458 0,150
50,8754 0,044
6 2,8547 0,144
7 3,7412 0,189
82,2145 0,112
90,8421 0,042
10 0,8547 0,043
11 1,1549 0,058
12 1,0475 0,053
21,6601 1,084
Masa total del material fresco (g) 22,7441
Tipo de
Extracto
Masa
de látex
(g)
Masa del
solvente
(g)
Volumen
de solvente
(ml)
Concentración
esmada (g/
ml)
Acuoso 1.197 29,84 30 0,039
Etanólico 1,084 29,78 30 0,036
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Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
27
Tabla 6. Análisis organoléptico de los extractos
del látex de A. mexicana.
Tabla 7. Análisis físicos de los extractos del
látex de A. mexicana.
Tabla 8. Familias de metabolitos secundarios detectados
en el látex de A. mexicana mediante el tamizaje
fitoquímico.
+ indica la posible presencia de metabolitos secundarios.
- indica la posible ausencia de metabolitos secundarios.
Parámetros Descripción
Extracto acuoso Extracto etanólico
Color Oscuro Amarillo Claro
Olor Resinoso Resinoso
Sabor Amargo Amargo Astringente
Parámetro
Resultado
Blanco
(agua
deslada)
Extracto
alcohólico
Extracto
Acuoso
pH 7.03 6.32 6.55
Índice de
refracción 1.33299 1.36241 1.33322
Densidad
relava (g/ml) 1.001 0.987 0.991
Ensayo Grupos de
compuestos
Extracto
etanólico
Extracto
acuoso
Sudan Compuestos
grasos +++ +++
Catequinas Catequinas +-
Resinas Resinas - -
Fehling Azúcares
reductores +++ +++
Baljet Lactonas ++ -
Ensayo de
Libermann-
Buchard
Triterpenos-
Esteroides +-
Ensayo de Cl3Fe Fenoles y
Taninos ++ +++
Ensayo de Espuma Saponinas - +
Ensayo de
Bontrager Quinonas - -
Ensayo de Shinoda Flavonoides - ++
Ensayo de
Antocianidina Antocianinas - -
Ensayo de
Dragendor Alcaloides +++ +++
Ensayo de Mayer Alcaloides ++ ++
Ensayo de Wagner Alcaloides ++ +++
Ensayo de
Mucílagos Mucílagos + +
Ensayo de
Principios amargos
Sustancias
amargas +++ +++
de las pruebas organolépticas, las que brindan
una información de las características de los
extractos acuoso y etanólico, como el color,
el olor y el sabor.
En los análisis organolépticos se evidencia
una diferencia marcada en lo que respecta
al color de los extractos, esto se debe a que
una vez que el látex entra en contacto con el
medio ambiente se torna de color oscuro, lo
cual puede ser debido al contacto del látex
con el oxígeno, debido a que éste podría
estar inmerso de reacciones de oxidación
o pardeamiento, no ocurriendo así en el
extracto etanólico que mantiene el color
propio del látex extraído.
Para la determinación de los análisis físicos
de los extractos, se utilizó como blanco agua
destilada. Los valores de pH se encuentran
en una escala neutra, esta valoración
está estrechamente relacionada con la
actividad biológica que pueden presentar los
extractos, ya que un pH no adecuado podría
estar interactuando e influenciando en los
resultados de la actividad antifúngica. El
índice de refracción da una referencia de los
carbohidratos presentes en la composición
química del látex; se puede observar que en
el índice de refracción del extracto etanólico
el valor es alto en comparación con el
extracto acuoso y es debido a que el alcohol
etílico interfiere en el valor de esta medición;
en datos teóricos se reporta un índice de
refracción del alcohol etílico de 1,36. Los
valores de la densidad relativa no varían
significativamente en relación con el blanco
que se utilizó para esta determinación.
Análisis y Perfil Fitoquímico
En la Tabla 8 se presentan los resultados
obtenidos en las pruebas realizadas a los
extractos obtenidos.
28
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Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
Los resultados obtenidos en las pruebas de
tamizaje fitoquímico, evidencian un alto
contenido o posible presencia de compuestos
grasos, azúcares reductores, compuestos
fenólicos o taninos, alcaloides y compuestos
amargos en ambos extractos (acuoso y
etanólico). La presencia de alcaloides es muy
común en la familia de las papaveráceas; se
puede evidenciar resultados positivos para
flavonoides, taninos, fenoles aminoácidos y
carbohidratos. En estudios previos realizados
se comprobó que el extracto etanólico de las
flores de A. mexicana contienen alcaloides,
flavonoides y compuestos fenólicos, y en el
extracto acuoso no se evidenció ninguno de
los metabolitos encontrados en el extracto
etanólico (3). Los resultados evidencian que
los alcaloides predominan en el látex de la
especie investigada (Argemone mexicana),
seguido de los fenoles y taninos, y los
triterpenos y esteroles en menor proporción.
Los estudios fitoquímicos realizados en
investigaciones anteriores de distintas
partes de la planta A. mexicana reportan
la presencia de alcaloides como
berberina, protopina, bencilisoquinolina
y benzofenantridina, además de cuatro
alcaloides bencilisoquinolinicos tales como
como dehidrocoridalmina, jatrorrhizina,
columbamina, y oxiberberina, que se han
aislado de la planta entera (Quaternary
Alkaloids of Argemone Mexicana _ Enhanced
Reader.Pdf, n.d.). El alcaloide berberina ha
mostrado actividad contra las infecciones por
hongos especialmente en Candida albicans
(4); se puede evidenciar una diferencia
significativa entre el extracto acuoso y
etanólico en la determinación de Baljet
(compuestos con agrupamiento lactónico)
dando una evidencia de posible presencia en
el extracto etanólico y ausencia en el extracto
acuoso, esto puede deberse a que ciertos
compuestos presentan una cierta solubilidad
y pueden extraerse de mejor manera frente
a un solvente específico, en este caso etanol.
Espectro Infrarrojo (IR)
La espectroscopia infrarroja permite
identificar grupos funcionales, en muestras
sólidas, líquidas y gaseosas, la información se
efectúa por medio del gráfico de un espectro,
en donde se puede observar la absorbancia
de luz infrarroja en el eje de las ordenadas
frente longitud de onda en el eje de las
abscisas. En la Figura 1 se pueden detectar
los picos característicos de los grupos
funcionales presentes en la muestra de látex
estudiada.
Figura 1. Espectro infrarrojo del látex de A. mexicana
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Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
29
El análisis espectroscópico de IR no brinda
una información clara y específica en lo que
respecta a la composición química del látex;
sin embargo, en el espectro se evidencia la
banda típica del agua o estiramiento O-H,
sin demostrar una diferencia significativa y
presencia de otros compuestos que pueden
presentar picos característicos para su
identificación.
La señal que se presenta en una longitud de
onda 3330 cm-1 es una banda con un número
de onda elevado, además es una señal
ancha y bien definida por lo que se puede
interpretar como una característica del
grupo –OH, los que se suelen presentarse en
un rango de 3000 cm-1 a 3500 cm-1, y debido
a esta característica se podría descartar
que esta señal corresponde a grupos –NH
típicos de los alcaloides. Esto es debido
a que los estiramientos N-H pueden estar
superpuestos o enmascarados con la amplia
banda de tensión O-H; además, no se aprecian
dos señales, una que indique el estiramiento
simétrico y otra de un estiramiento
asimétrico para N-H si hay presencia de
una amina secundaria. Estas observaciones
sustentan la información obtenida en las
pruebas de tamizaje fitoquímico, donde se
detectó la presencia de flavonoides y estos
compuestos poseen en su estructura grupos
–OH; más la posible presencia de compuestos
alcaloidales.
Por otro lado, en el espectro a una longitud
de onda entre 1600 cm-1 y 1700 cm-1 se
presentan picos característicos de C=O y
C=C, en este caso el espectro brinda una
información de un pico de 1638 cm-1, tanto
el número de onda como la señal que en
este caso es relativamente fuerte y permite
inferir que esta vibración es típica de un
enlace C=O (carbonilo), grupo funcional
presente en aldehídos y cetonas; dichos
grupos funcionales pueden estar presentes
en carbohidratos, ácidos grasos, entre otros.
Los picos que se presentan en rangos inferiores
a 1500 cm-1 corresponden a vibraciones de
flexión, y debido a que éstas en la mayoría de
los casos se superponen, generan una mayor
dificultad en la interpretación del espectro.
La preparación de los medios de cultivo se
realizó tomando en cuenta las indicaciones
descritas por el fabricante, en este caso para
el agar Sabouraud se utilizaron 65,0 g por
cada litro de agua, y en el caso del medio
PDA se utilizaron 39 g por cada litro de agua.
Actividad antifúngica
Siembra de microorganismos
Para el presente estudio se utilizaron
dos cepas de hongos, Botrytis cinerea y
Cladosporium spp, y dos tipos de agar (papa
dextrosa o PDA y Sabouraud).
Tabla 9. Longitud de onda vs % transmitancia
del espectro IR.
Figura 2. Cepas de Botrytis cinerea y
Cladosporium spp bioensayadas.
Número de onda [cm-1]%T
3360.35 62.1035
2916.81 97.5725
2850.27 98.0892
1638.23 79.426
1508.06 96.9539
1455.03 99.1753
1388.5 96.0022
1272.79 96.2026
1235.18 96.751
1043.3 94.0992
937.235 98.8322
914.093 98.1007
30
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Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
Se escogieron los medios de cultivo debido
a que el medio de cultivo agar Sabouraud
provee al hongo de glucosa y peptona, que
son fuentes de carbono y de nitrógeno
fácilmente utilizables (5); el medio de
cultivo PDA representa una fuente directa
de almidones, y por otro lado junto con la
dextrosa son la base para el crecimiento de
hongos y levaduras (6).
En la prueba de Kirby Bauer se puede
evidenciar claramente la presencia de halos
inhibición bien definidos en los dos medios
de cultivo utilizados, no siendo así en las
cajas Petri que contiene los microorganismos
de control, es decir la actividad antifúngica
de los extractos es alta.
Para la valoración de la actividad antifúngica
se utilizó el extracto acuoso en una sola
concentración, pero en diferentes volúmenes
de 10 µL y 20 µL. Se realizó solamente en
el extracto acuoso, debido a que el alcohol
contenido en el extracto etanólico podría
actuar como un potencial inhibidor de
crecimiento de los hongos, y esto podría
interpretarse como un resultado positivo
frente a la valoración antifúngica del látex de
la especie vegetal.
En relación a los resultados obtenidos para
esta actividad biológica (Tabla 10), se puede
indicar que las pruebas realizadas presentan
marcados y definidos halos de inhibición para
las dos cepas de hongos y en los dos medios
de cultivo ensayados.
Además, existe una diferencia significativa
en las pruebas realizadas, al calcular un
promedio de los halos de inhibición en la
prueba de 20 µL, el hongo Cladosporium spp
en el agar PDA exhibe un halo de inhibición
de 10,9 mm, mientras que el halo en el
agar Sabouraud fue de 7,7 mm, es decir en
este último agar el hongo tiene una mejor
resistencia a la actividad del extracto. El
hongo Botritis cinérea, en el medio de cultivo
PDA, muestra un halo de inhibición de 10,2
mm mientras que en el medio de cultivo
Figura 3. Siembra de microorganismos en
agar PDA y Sabouraud.
Figura 4. Halos de inhibición obtenidos para la actividad
antifúngica de los extractos del látex de A. mexicana
Tabla 10. Actividad antifúngica del látex de Argemone mexicana
Medio de
culvo Cepas de hongos
Microorganismo
Radio e Halos de inhibición (mm)
Repeción A (20 µL) Repeción B (10 µL)
1 2 3 x123x
PDA Cladosporium spp 11,2 10,6 10,9 10,9 6,7 6,3 6,4 6,5
Botris cinérea 11,1 9,3 8,7 10,2 9,2 8,7 8,3 8,7
Sabouraud Cladosporium spp 7,4 7,9 8,3 7,7 5,1 5,4 5,7 5,4
Botris cinérea 8,9 9,1 9,3 9,1 9,6 9,4 8,3 9,1
Sabouraud, tiene un valor de 9,1 mm, este
hecho puede indicar que el hongo tiene una
mayor resistencia en este medio de cultivo
frente a la actividad antifúngica del látex.
Por otro lado, si se analizan las pruebas del
volumen de 10 µL del extracto en el hongo
Cladosporium spp, se puede obtener un
promedio de 6,5 mm para el halo en el agar
PDA frente a un valor de 5,4 mm en agar
Sabouraud, mientras que el hongo Botritis
cinérea presenta un halo de inhibición de
8,7 mm en agar PDA frente a 9,1 mm en
Volumen 7, Nº 12, junio - noviembre 2023, pp. 19-36
Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
31
Figura 5. Perfil cromatográfico del extracto acuoso del látex de A. mexicana
agar Sabouraud. Estas diferencias pueden
deberse a que el crecimiento e inhibición de
los hongos están sujetos al tipo de cepa, a
la composición del medio y a la asimilación
específica de los nutrientes disponibles en
relación con su metabolismo, lo cual conduce
a que los microorganismos responden de
forma particular frente a una valoración
antifúngica (7). Pese a que el agar PDA es el
más eficiente para el desarrollo de hongos (8),
observamos una mejor actividad antifúngica
en el volumen de 20 µL de extracto en
ambas especies de hongos, mientras tanto
en el volumen de 10µL se observa una mejor
actividad antifúngica del extracto acuoso del
látex en contra del hongo Botritis cinérea en
el medio de cultivo Sabouraud.
La concentración mínima inhibitoria CMI,
resulta ser la concentración más baja (en
μg/ml) de una sustancia que responde a
inhibición de crecimiento en una determinada
cepa bacteriana, estos resultados suelen
interpretarse en escalas S (Sensible), I
(Intermedia) o R (Resistente), seguido de
la CMI en μg/ml (9). De acuerdo al estudio
realizado, se observa que en los volúmenes
de 20 µL y 10 µL del extracto, presenta una
respuesta sensible frente a la actividad
antifúngica en los dos medios de cultivo y en
las dos cepas de microorganismos utilizados.
Cromatografía de gases acoplado a
Espectrometría de masas (CG-EM)
La cromatografía de gases acoplado a un
sistema de espectrometría de masas, permite
caracterizar de mejor manera los compuestos
que están contenidos en la muestra; en
este trabajo de investigación se sometió el
látex de la especie vegetal en estudio a una
separación cromatográfica de los metabolitos
secundarios volátiles e identificación por
espectrometría de masas, basado en la
librería de datos del equipo. A continuación,
se presentan los cromatogramas obtenidos
para los extractos acuoso y etanólico (Figuras
5 y 6), seguido de la información de los
compuestos identificados (Tablas 11 y 12)
mediante la técnica CG-EM.
La Figura 5 muestra el cromatograma con
la presencia de varios tipos de compuestos
químicos identificados en el extracto acuoso;
los mismos son detallados a continuación con
sus respectivos tiempos de retención y los %
de abundancia expresados como porcentajes
de área.
32
Volumen 7, Nº 12, junio - noviembre 2023, pp. 19-36
Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
Tabla 11. Compuestos identificados en el extracto acuoso del látex de A. mexicana
Tiempo de
retención (min.) Compuesto Unidades (% Área ± DE)
7,395 2-Propenoic acid, 2-[(trimethylsilyl)oxy]-, TMS ester 0,06 ±0,00
13,563 (5-Isopropyl-2-methylphenoxy) TMS 1,26 ± 0,28
19,446 L-Threonic acid, tris(trimethylsilyl) ether, TMS 0,09 ± 0,01
19,737 (+) Spathulenol 0,12 ± 0,01
19,852 (-)-Caryophyllene oxide 0,13 ± 0,04
23,491 Hexadecane, 2,6,11,15-tetramethyl 0,16 ± 0,00
26,730 7,9-di-tert-butyl-1-oxaspiro[4.5]deca-6,9-diene-2,8-dione 0,56 ± 0,00
27,245 Benzenepropanoic acid, 3,5-bis(1,1-dimethylethyl)-4-
hydroxy-, methyl ester 0,17 ± 0,00
29,345 Linolenic acid, TMS ester 0,16 ± 0,03
33,110 Octadecanoic acid, TMS ester 4,36 ± 0,06
39,404 Sucrose TMS 2,64 ± 0,15
40,994 2-Monostearin trimethylsilyl ether 0,36 ± 0,03
41,475 Octadecanoic acid, 2,3-bis[(trimethylsilyl)oxy]propyl ester 1,22 ± 0,02
41,859 Squalene 0,16 ± 0,01
44,416 Protopine 1,82 ± 0,18
El cromatograma del extracto etanólico
(Figura 6) muestra la presencia de varios
tipos de componentes químicos identificados
en dicho extracto y son detallados a
continuación con sus respectivos tiempos de
retención y los % de abundancia expresados
como porcentajes de área.
Figura 6. Perfil cromatográfico extracto etanólico del látex de A. mexicana.
Volumen 7, Nº 12, junio - noviembre 2023, pp. 19-36
Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
33
Tabla 12. Compuestos identificados en el extracto etanólico del látex de A. mexicana
Tiempo de
retención (min.) Compuesto Unidades (% Área ± DE)
6,840 D-lacc acid-di(TMS) 0,33 ± 0,02
8,665 Mono-ethylmalonate, TMS ester 0,33 ± 0,02
10,376 Propanedioic acid, bis (TMS) ester 0,19 ± 0,02
13,260 Succinic acid (2TMS) 0,11 ± 0,02
13,575 (5-Isopropyl-2-methylphenoxy) TMS 0,25 ± 0,08
18,313 L-Proline, 5-oxo-1-(trimethylsilyl)-, TMS ester 0,35 ± 0,02
18,444 L-Asparc acid, N-(trimethylsilyl)-, bis(TMS) ester 0,23 ± 0,07
19,457 8.beta.-(Methoxyeremophil)-7(11)-en-6.alpha.,15:8.
alpha.,12-diolide 1,28 ± 0,30
20,790 Glutamic acid, N-(trimethylsilyl)-, bis(trimethylsilyl) ester, L 0,25 ± 0,09
22,152 2-Methylresorcinol, bis (TMS) ether 0,18 ± 0,03
22,787 α-D-Mannopyranoside, methyl 2,3-bis-O-(TMS)-, cyclic
butylboronate 0,05 ± 0,02
24,807 D-(-)-Fructofuranose, pentakis(TMS) ether 0,73 ± 0,02
25,099 Citric acid-tetra(TMS) 0,23 ± 0,08
25,688 D-(+)-Talofuranose, pentakis(TMS) ether (isomer 2) 0,23 ± 0,01
26,575 beta.-D-Allopyranose, pentakis(TMS) ether 0,64 ± 0,02
26,730 7,9-di-tert-butyl-1-oxaspiro[4.5]deca-6,9-diene-2,8-dione 0,46 ± 0,06
26,878 β-D-(+)-Talopyranose, pentakis(TMS) ether 0,32 ± 0,01
28,561 Hexadecanoic acid, ethyl ester 0,14 ± 0,00
30,300 Myo-Inositol, 1,2,3,4,5,6-hexakis-O-( TMS) 0,15 ± 0,00
31,181 Trimethylsilyl 3,4-bis(trimethylsiloxy)cinnamate 0,43 ± 0,05
32,228 2-Monopalmitoylglycerol trimethylsilyl ether 0,16 ± 0,01
40,737 6-(Hydroxymethyl)-3-(4'-methoxyphenyl)-5,6-dihydro-2H-
pyran-2-one 1,07 ± 0,07
40,823 1,3-Benzenedicarboxylic acid, bis(2-ethylhexyl) ester 0,82 ± 0,01
41,470 Octadecanoic acid, 2,3-bis[(trimethylsilyl)oxy]propyl ester 1,28 ± 0,07
43,546
α-D-Glucopyranosiduronic acid, 3-(5-ethylhexahydro-2,4,6-
trioxo-5- pyrimidinyl)-1,1-dimethylpropyl 2,3,4-tris-O-(TMS)-,
methyl ester
0,05 ± 0,00
44,130
Pregn-5-ene-3,11-dione,
17,20:20,21-bis[methylenebis(oxy)]-, cyclic 3-(1,2- ethanediyl
acetal)
0,09 ± 0,00
44,204 Galacnol, nonakis(TMS) ether 0,12 ± 0,02
44,456 Allocryptopine 3,30 ± 0,10
48,370 β-Sitosterol trimethylsilyl ether 0,09 ± 0,00
49,377 Sucrose, octakis(TMS) ether 0,37 ± 0,06
Mediante la CG-EM del extracto acuoso
se han podido identificar 15 compuestos
químicos, entre los cuales (5-isopropil-2-
metilfenoxy) TMS, (-)-óxido de cariofileno,
7,9-di-tert-butil-1-oxaspiro [4.5] deca-
6,9-dieno-2,8-diona y escualeno poseen
propiedades antifúngicas. En el extracto
etanólico se pudieron identificar 30
compuestos químicos, de los cuales
7,9-di-tert-butil-1-oxaspiro[4.5]deca-6,9-
dieno-2,8-diona y alocriptopina presentan
propiedades antifúngicas y antibacterianas.
Según reportes en la literatura, los alcaloides
dehidrocoridalmina y oxiberberina, aislados
34
Volumen 7, Nº 12, junio - noviembre 2023, pp. 19-36
Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
de A. mexicana, presentaron actividades
antifúngicas contra algunas cepas de hongos,
entre los cuales figuran Helminthosporium
sp., Curvularia sp., Alternaria cajani,
Bipolaris sp. y Fusarium udum (10). De
igual manera, se pudo comprobar que una
mezcla de alcaloides cuaternarios y algunos
ácidos fenólicos presentaron propiedades
antifúngicas significativas (11) (12).
Uno de los metabolitos secundarios
encontrado mayoritariamente mediante
CG – EM, es el 2-metil-5-(1-metiletil)-fenol
denominado carvacrol, Este compuesto es
un fenol monoterpénico, isomérico del timol;
investigaciones previas han comprobado
que es efectivo como compuesto bioactivo
debido a que interviene en la inhibición de
la biosíntesis del ergosterol, erradica los
biofilms del género Candida, ejerce un efecto
anticandidiasis en la candidiasis oral y ejerce
un efecto anticandidiasis en la candidiasis
vaginal (13). Además, se ha demostrado
una actividad antifúngica alta por hongos
fitopatógenos frente a las cepas de C.
acutatum y B. theobromae (14).
En un estudio realizado acerca de la aplicación
de biopolimeros de carvacrol sobre la
poscosecha de manzanas, se comprobó que
el carvacrol es muy efectivo en el tratamiento
y control de Botrytis cinerea (15). Sus efectos
antifúngicos posiblemente estan ejercidos
por mecanismos de estrés de Ca2+ y la
inhibición del TOR (vía de la rapamicina), lo
cual juega un papel crucial en la viabilidad
de todos los hongos; es por ello que, en la
industria alimentaria, en ocasiones remplaza
al uso de sorbatos como conservante.
Por otro lado, la protopina es un alcaloide
reportado en varias especies de la familia
Papaveraceae. Investigaciones realizadas
han revelado la bioactividad en el control de
larvas de algunos insectos como Eurysacca
melanocampta Meyrick (16). En A. mexicana
se han encontrado efectos antimicrobianos
frente a Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella
pneumoniae y Escherichia coli (17).
El octadecanoic acid, 2,3-bis[(trimethylsilyl)
oxy]propyl ester, en combinación con otros
ácidos grasos han demostrado poseer
propiedades antifúngicas útiles para el
control de Candida albicans y Candida krusei,
micoorganismos presentes en muestras
clínicas (18).
En investigaciones previas, se ha observado
la presencia de diversos metabolitos
secundarios presentes en el organismo
vegetal en estudio, muchos de los cuales
tienen actividad bactericida y fungicida; la
presencia de alcaloides bencilisoquinolínicos
como la berberina que cuenta con
capacidades antibióticas; protopina,
coptisina y sanguinarina con capacidad de
inhibir la formación de la placa bacteriana;
compuestos como alocriptopina, queleritrina
y dihidroqueleritrina que cumplen una acción
antibiótica. Por otra parte, los alcaloides
dehydrocordalmina y oxiberberina, tienen
actividad antifúngica en muchas especies de
hongos (19).
Los resultados obtenidos por CG-EM
están de acuerdo con los arrojados por
las pruebas químicas del tamizaje, debido
a que coinciden con la presencia de
ciertos grupos de familias de metabolitos
secundarios detectados, teniendo en cuenta
que el tamizaje fitoquímico es un análisis
referencial, es decir, proporciona la posible
presencia o ausencia de compuestos y es una
referencia de los tipos de metabolitos que
pueden estar presente en una determinada
especie vegetal.
Los tiempos de retención de los metabolitos
presentes en los extractos del látex de la
especie vegetal, pueden variar y esto es
debido a varios factores como variaciones
en las temperaturas del horno, método
de inyección de la muestra, cambio de los
parámetros en el análisis, estos pueden
influir en la determinación; sin embargo, los
coeficientes de variación para los tiempos
de retención no exceden en el 2%, lo que
demuestra que los análisis cromatográficos
y los cromatogramas obtenidos poseen una
buena confiabilidad y reproducibilidad.
Volumen 7, Nº 12, junio - noviembre 2023, pp. 19-36
Curay Yaulema et al. Composición química y acvidad anfúngica.
35
CONCLUSIONES
La evaluación de la composición química del
látex de Argemone mexicana (Cardo Santo)
se realizó mediante pruebas cualitativas y
cuantitativas; además mediante la técnica
de CG-EM, comprobándose la presencia de
algunos compuestos químicos que pueden
ser considerados como responsables de la
actividad antifúngica observada.
Las pruebas químicas realizadas al látex de A.
mexicana evidenciaron la presencia de varias
familias de metabolitos secundarios, siendo
los alcaloides predominantes, seguido de los
fenoles y taninos, y los triterpenos y esteroles
en menor proporción.
Mediante el análisis cromatográfico realizado
(CG-EM) a los extractos acuoso y etanólico del
látex de la planta investigada, se separaron e
identificaron 45 metabolitos secundarios, de
los cuales 8 poseen actividades antifúngicas,
según lo reportado en la literatura.
La actividad antifúngica de los extractos del
látex de la especie vegetal A. mexicana se
pudo evaluar mediante una prueba Kirby
Bauer en dos especies de hongos Botrytis
cinerea y Cladosporium spp y en dos medios
de cultivo (Sabouraud y PDA), evidenciándose
una inhibición de crecimiento muy marcada
de dichos microorganismos. La cantidad del
extracto aplicada a los medios de cultivo con
las cepas de hongos ensayadas, demostraron
una actividad antifúngica moderada del látex
frente a los microrganismos estudiados.
Los resultados obtenidos indican que el
látex de la especie A. mexicana (Cardo
Santo) constituye una fuente promisoria de
compuestos bioactivos, especialmente con
actividad antifúngica.
Conflicto de intereses
Los autores deben declarar que no existen
conflictos de interés de naturaleza alguna o
en su defecto declarar el tipo de conflicto de
interés que el autor (o autores) mantenga
con la presente investigación.
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